Análisis de la relación entre la diversidad microbiana y las diferentes actividades antrópicas presentes en suelos del municipio de El Zulia, Norte de Santander
El estado de las propiedades dinámicas del suelo como contenido de materia orgánica, diversidad de organismos, o productos microbianos en un tiempo particular, constituyen la expresión de las condiciones del suelo y de su capacidad para funcionar como sostén de la productividad de los ecosistemas te...
- Autores:
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Valenzuela Balcazar, Ibonne Geaneth
Baez Sandoval, Giovanni Mauricio
- Tipo de recurso:
- http://purl.org/coar/resource_type/c_baaf
- Fecha de publicación:
- 2022
- Institución:
- Universidad Francisco de Paula Santander
- Repositorio:
- Repositorio Digital UFPS
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- oai:repositorio.ufps.edu.co:ufps/9660
- Acceso en línea:
- https://repositorio.ufps.edu.co/handle/ufps/9660
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propiedades biológicas
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El estado de las propiedades dinámicas del suelo como contenido de materia orgánica, diversidad de organismos, o productos microbianos en un tiempo particular, constituyen la expresión de las condiciones del suelo y de su capacidad para funcionar como sostén de la productividad de los ecosistemas terrestres. Se realizará el estudio de la biodiversidad de microorganismos del suelo, mediante conteo de bacterias y hongos, así como reconocimiento morfológico. También se evaluarán las propiedades biológicas; respiración edáfica y biomasa microbiana, para conocer el estado general de las propiedades biológicas del suelo. El estudio se conducirá en suelos impactados con actividades antrópicas relevantes de la región, ubicados en el municipio de El Zulia, Norte Santander. Para ello se seleccionaron lotes bajo uso y cobertura de Palma de aceite, Bosque con cacao y patio de almacenamiento de carbono. |
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Para ello se seleccionaron lotes bajo uso y cobertura de Palma de aceite, Bosque con cacao y patio de almacenamiento de carbono.Fondo de Investigaciones Universitarias - FINU - UFPSMediante la resolución 125 de 24 de mayo de 2011 se reglamenta los criterios y procedimientos para la financiación de los proyectos de investigación a través del fondo de investigaciones universitarias - finu – ufpsTipo de investigación En este proyecto se utiliza el método experimental descriptivo, en el cual se está realizando una investigación para el estudio de la actividad microbiana y propiedades biológicas de 3 lotes de suelos de Norte de Santander afectados por actividades antrópicas que poseen características definidas y así realizar una observación más amplia de la información obtenida y poder usarlos para registrarlos en el informe final y dejar las conclusiones y recomendaciones. Del mismo modo, se emplea el método de tipo cuantitativo, ya que el proyecto trabajado involucra recuento de bacterias y hongos que permiten tener una mayor exactitud para saber si hay presencia de actividad microbiana y poder llevar a cabo el estudio comparativo de los suelos estudiados. Población y muestra: Población La población objeto del proyecto estará constituida por muestras de suelos extraídas de los 3 lotes afectados por actividades antrópicas ubicadas en el municipio El Zulia del departamento de Norte de Santander, Colombia. ● bosque con cacao ● patio de almacenamiento de carbón ● cultivo permanente de palma de aceite Muestra Para llevar a cabo el desarrollo de este estudio se seleccionarán 3 lotes de suelos afectados por actividades antrópicas, en las cuales se realizará un muestreo sistemático a dos profundidades, 0 a 5 cm y 5 a 10 cm. Etapas a cumplir en el desarrollo del proyecto 1. Recolección de muestra ● las muestras se tomarán en tres puntos equidistantes sobre una diagonal, donde en cada punto se toman 3 muestras a unas profundidades dispuestas: - 0-5 cm - 5-10 cm ● Se recolectarán 6 muestras compuestas en un muestreo sistemático del suelo. 2. Recuento bacteriano Muestra de suelo: En una bolsa plástica estéril con capacidad para 1 Litro se recogerán 500 g de suelo, la bolsa debe ser asegurada en la parte superior para garantizar atmósfera con oxígeno y así evitar que los microorganismos disminuyan su cantidad y diversidad, debe ser recogida máximo dos días antes del procesamiento y guardada en nevera a 4 ºC. Reactivos - Agar nutritivo - Solución salina al 0,85% Materiales -Rastrillos estériles -Pipetas estériles de 1 ml -Pipetas estériles de 10 ml -Puntas amarillas para micropipeta estériles -Micropipeta de 100 µl (0.1 ml) -Pinzas estériles -Balanza -Gradillas -Pipeteadores Procedimiento Preparación de las diluciones: 1. En condiciones asépticas, pesar 10 g de suelo. 2. Adicionar al recipiente que contiene los 90 ml de agua peptonada estéril 0.1% o solución salina estéril 0.85%, esta mezcla corresponderá a la dilución 10-1 . 3. Agitar suavemente, de manera constante, durante 15 minutos. 4. Dejarán en reposo por 15 minutos en el caso de las muestras de suelo. 5. Realizarán las diluciones seriadas con agua peptonada estéril 0.1% o solución salina estéril 0.85% hasta 10-3. Siembra: Muestra de suelo: El método consiste en realizar diluciones seriadas de la muestra y cultivar las diluciones en los medios específicos, dependiendo del interés del aislamiento. Las incubaciones se realizan en temperaturas y tiempos dependiendo de la población de interés. 1. Sembrar 0.1ml en superficie de las diluciones en agar nutritivo. Se debe sembrar una réplica de cada dilución. 2. Sembrar 0.1ml en superficie de las diluciones, en agar Caseína- Almidón. Se debe sembrar una réplica de cada dilución. 3. Extender la muestra uniformemente y por toda la caja con un rastrillo o asa de Drigalsky. 4. Dejar en reposo 15 minutos 5. Incubar a 25º C x 2 días para bacterias. 6. Hacer el recuento total y el recuento diferencial, teniendo en cuenta las siguientes consideraciones: Para el recuento de bacterias se escoge la dilución que tenga un conteo entre 15 y 150 colonias, en el caso de actinomicetos se realiza en las diluciones que tengan un recuento entre 30 y 300 colonias. 7. Describirán las características morfológicas macroscópicas de las colonias bacterianas aisladas 3. Recuento De Hongos Reactivos - Glicerol 8 g - Fosfato ácido de Potasio 0.8 g - Gelosa 12 g - Solución de Winogradsky 0.8 g - Agua destilada 800 ml - AGAR rosa de bengala 500 gr - Dextrosa 2.6 g - Agar nutritivo 19.5 g - Agua destilada 1300 ml Materiales - Muestra de suelo - Agua destilada estéril - Cajas de Petri con medio de cultivo PDA - Incubadora a 22°C - Gradillas - Tubos de ensayo - Pipetas estériles de 10 ml y 1 ml Procedimiento: 1. Preparar una solución patrón de suelo diluido en agua destilada estéril: 10 gr de suelo, se disuelven bajo condiciones de asepsia en 100 ml de agua destilada estéril. 2. A partir de la solución anterior preparar soluciones más diluidas de concentraciones 10-2, 10-3, 10-4, 10-5, 10-6, 10-7 . 3. Sembrar en cada caja de Petri que contiene PDA, 1 ml de la solución de concentración conocida y para lograr una dispersión uniforme agite circularmente, de tal forma que la suspensión microbial aislada del suelo se esparza en toda la superficie del medio. Efectuar con 4 repeticiones. 4. Esperar a que el volumen que sirvió en la caja, se absorba en la superficie del medio y luego procederán a voltear la caja, colocándola en posición adecuada para someterla a incubación. 5. Incubar a 22°C durante 24 horas 6. Para conteo de los hongos use las diluciones 10-3, 10-4, 10-5 y 10-6. El tiempo de incubación será de 3 o 4 días, evaluar los platos que presenten un número de microorganismos representativos. 7. Utilizar el medio de cultivo apropiado para cada microorganismo. 8. Efectuar el cálculo teniendo en cuenta el volumen de la dilución, para así obtener un porcentaje significativo del número de microorganismos en la muestra. 4. Reconocimiento morfológico Reactivos - Agua estéril para realizar el frotis. - Cristal violeta también conocido como violeta de genciana - Safranina. - Una mezcla de alcohol-acetona 1:1. - Agua corriente para enjuagar. Materiales - Mechero - Asa de bacteriología - Portaobjetos - Muestra bacteriana a partir de una colonia aislada. Procedimiento Técnica de la tinción de Gram. De preferencia la tinción debe ser realizada sobre un recipiente para que los desechos sean desechados adecuadamente. Frotis bacteriano. 1. Con la ayuda de un mechero, flamear un asa bacteriológica hasta el rojo vivo y esperar a que enfríe un poco. 2. Tomar con el asa una gota de agua estéril y agregarla en un portaobjetos. 3. Flamear nuevamente el asa y esperar a que enfríe. 4. Tomar con el asa un poco de muestra bacteriana a partir de una colonia aislada. 5. Después agregar la muestra en la gota de agua que está en el portaobjetos y homogeneizar suavemente con movimientos circulares. 6. Esperar que seque al aire libre o poner durante uno o dos segundos con la llama de un mechero para fijar la muestra, teniendo en cuenta que el calor no debe ser directo (sólo se pasa por la llama), puesto que el calor excesivo puede cambiar la morfología celular de las bacterias a observar. Tinción. 1. Agregar cristal violeta, extender sobre el frotis, dejar actuar durante 60 segundos y enjuagar con agua corriente 2. Agregar el Lugol, solo el suficiente, dejar actuar durante 60 segundos. 3. Enjuagar con agua corriente. 4. Agregar una o dos gotas de alcohol-acetona por 30 segundos y enjuagar con agua corriente. 5. Agregar Safranina, solo la suficiente, Dejar actuar durante 60 segundos. 6. Enjuagar con agua corriente. 7. Dejar secar a temperatura ambiente. 8. Observar en un microscopio óptico con un objetivo 100X usando aceite de inmersión. Figura 2. Resumen de los pasos de la tinción de Gram 5.Respiración Edáfica Reactivos - NaOH 1 M - BaCl2 3 M - HCl 1 M valorado. - Indicador fenolftaleína Materiales - Envases de plásticos PET, u otro material plástico, que no permita el intercambio de gases. El tamaño debe ser proporcionalmente 10:1 mayor que el envase donde está el álcali, el cual constituye la trampa de CO2. Se usará comúnmente envases plásticos de 1 Kg de capacidad, y las trampas pueden ser frascos de compota. Todos los envases con tapa. - Bureta de 25 o 50 ml. - Soporte de Bureta y nuez. - Piseta con agua destilada. - Gotero o pipeta Pasteur - Cilindro plástico de 15 mL de capacidad. - Plastilina o papel de cera. - Rejilla que permita soportar el envase trampa 1 o 2 cm por encima del suelo. - Palín y tijera de jardín. Procedimiento 1. Limpiar un área de superficie del suelo de material vegetal, con cuidado sin arrancar las plantitas. 2. Colocar en el centro la rejilla. 3. En un frasco de compota se añaden 20 ml de NaOH 1 M, cuidar de no respirar cerca del frasco, tapar sin ejercer presión en la tapa. 4. Colocar rápidamente el frasco de compota con el álcali sobre la rejilla. 5. Colocar invertidamente el envase plástico de 1 Kg, que hace de cámara protectora del CO2 , que se produce en el área del suelo que encierra el envase. Este envase cubrirá la trampa de álcali. 6. El envase de la cámara, deberá quedar enterrado unos dos cm y cubierto los bordes con suelo de manera que impida la entrada de animalitos dentro de la cámara o de algún otro factor que pudiera incrementar el CO2 que sale del suelo. 7. Se dejará 12 horas o 24 horas si se quiere registrar los cambios de actividad de día y de noche juntos. 8. Una vez se termine el tiempo escogido de medición se para la reacción que se lleva a cabo en la trampa de álcali con BaC12, se añadirán 2 ml de este reactivo y se producirá un precipitado blanco que es el Carbonato de Bario. 9. Se procederá a titular el NaOH que no reaccionó con el CO2 , con el HCl 1 N. Para esta titulación se añadirá al frasco de compota con el álcali, tres gotas de fenolftaleína. La mezcla se vuelve morada y con la titulación se vuelve blanca o transparente. 10. Se anotará el volumen de HCl gastado. 11. Para saber cuánto de CO2 se produjo en el suelo en ese lapso de tiempo se requerirá hacer un blanco para medir el CO2 de la cámara sin el suelo, para ello se hace el mismo montaje anterior, pero en lugar de dejar la cámara puesta sin tapa, se debe poner la tapa de manera que el envase de la cámara encierra la trampa de álcali sin ningún tipo de entrada y salida de aire. Se recomienda poner en el borde de plastilina o papel de cera. Cálculos El cálculo es el siguiente: - Mg (CO2 ) = (Volumen de HCl gastado del blanco -Volumen de HCl gastado de la muestra) * Normalidad del ácido * peso equivalente. - Para expresar los datos en término de Carbono E= 6 para expresarlo como CO2 E=22 - Una vez que los MgCO2 - C o CO2 han sido determinados, los datos son convenientemente expresados como miligramos de CO2 por metro cuadro por hora, o en MgCO2 ha-1 año-1. El valor final debe ser multiplicado por el factor de conversión de ସ ଷ .(LOZANO, 2005) - Debe tomarse el tiempo desde que se montó la trampa de álcali hasta que se le añadió el cloruro de bario para parar la reacción del CO2 con el NaOH. También se debe conocer el área del cilindro invertido (LOZANO, 2005). 6.Biomasa microbiana Reactivos - Cloroformo - Ácido sulfúrico y concentrado - Agua destilada - Sulfato de potasio - Dicromato de potasio seco - Sulfato de amonio ferroso - Solución indicadora - Mezcla catalizadora - Agua desionizada - Hidróxido de sodio - Ácido bórico - Sulfato de cobre - Sulfato de sodio - Ácido clorhídrico - O-fenantrolina monohidratada - Sulfato de amonio ferroso hexahidratado - Rojo de metilo - Verde de bromocresol - Metanol Materiales - Balanza de precisión - Viales de plástico de 50 ml - Vaso de precipitación de 200 ml con trozos de porcelana - Embudo - Matraces aforados de 50 y 1000 ml - Papel de filtro cualitativo de N°42 - Pipeta automática de 5 ml - Placa agitadora - Fiola - Tubos de digestión - Bomba de conducción para aireación - Vaso precipitado 50 ml y 250 ml - Plancha de calentamiento - Soporte universal - Buseta de 50ml - Tamiz 2 mm - Bomba de vacío Procedimiento Lavado de cloroformo, para obtener cloroformo libre de alcohol: 1. En un embudo de separación de 500 ml poner 150 ml de Cloroformo, añadir con una pipeta 7,5 ml de ácido sulfúrico concentrado. 2. Agitar un poco el embudo. Se van a formar dos capas, la inferior es el ácido sulfúrico. 3. Esta capa inferior es desechada, para ello se abre la llave del embudo y se deja salir cuidadosamente. El cloroformo se deja en el embudo. 4. Nuevamente se le añadirá 7,5 ml de ácido sulfúrico, se agita y se deja salir la capa inferior que es el ácido. 5. Ahora se le añaden aproximadamente 200 ml de agua destilada, se agita y se deja reposar por unos segundos. Igualmente se van a formar dos capas, la inferior es cloroformo que queda turbio. 6. Se abrirá la llave del embudo, se recogerá el cloroformo en una fiola y el agua, que es la capa superior, se desecha en un beacker. 7. El cloroformo de la fiola se volverá a echar en el embudo y se le volverá a añadir aproximadamente 200 ml de agua destilada. 8. Esta última operación se repetirá 10 veces. Se podrá observar que a partir de la quinta o sexta lavada el cloroformo que estaba turbio se va poniendo transparente. Se recogerá todo el cloroformo y se guarda en frasco ámbar en la oscuridad. 9. El cloroformo comercialmente tiene alcohol para estabilizarlo, si se usara de esta manera se obtendría sobreestimación del C microbiano. Se deberá guardar en la oscuridad, porque produce productos fototóxicos. Fumigación de las muestras: 1. Se pesarán de 20 a 50 g de muestras de suelo, que puede estar a humedad de campo, o a 60% de la capacidad de campo previa incubación por 7 días. Esto según el objetivo del estudio. Estas muestras deben haber sido pasadas por un tamiz de 2 mm y haber quitado las raicitas cuidadosamente. 2. Se ponen en frascos de vidrio pequeños o cápsulas de Petri y se colocan estos frascos en un desecador con tapa que tenga conexión. En el desecador también se ubica un beacker con cloroformo libre de alcohol y perlitas de ebullición. Así mismo se pone un frasquito con agua o papel impregnado en agua para mantener la humedad. 3. Se conectará a una bomba de vacío y se colocará a ebullir el cloroformo para crear un ambiente de cloroformo dentro del desecador, dejará ebulliendo por varios minutos. Apagará la bomba y cerrará la tapa del desecador. Se tapará el desecador con una bolsa negra para incubar en la oscuridad por cinco días. También puede ser por un día en caso que solo se quiera medir C-biomasa microbiana. Para N-biomasa microbiana se recomienda cinco días. 4. Una vez transcurridos los días de incubación. Se Hará vacío unas seis veces para evacuar el cloroformo. Dejar airear las muestras por un rato. Extracción de las muestras fumigadas y no fumigadas Muestras Fumigadas: 1. Después del paso 4, se procede a la extracción de las muestras fumigadas con sulfato de potasio 0.5 M. Esto se hace en una proporción suelo: solución 5:1. Se ponen a agitar por media hora. Preferiblemente en un agitador orbital. 2. Se procede a filtrar el extracto usando papel de filtro Nº 42. Una vez recogido el extracto se guarda en el congelador si no se va a usar el mismo día. En ocasiones se puede formar un precipitado blanquecino que se presume sea Sulfato de Calcio lo cual no interfiere en las mediciones de biomasa microbiana. Muestras no fumigadas: Los pasos 1 y 2, anteriores, se aplicará igualmente para las muestras de suelos no fumigados, es decir, en el momento del inicio de la fumigación se procederá a extraer 20 g de muestras no fumigadas que están en las mismas condiciones de humedad o pre incubación que las muestras fumigadas. Estas muestras no fumigadas servirán como control. 7.Determinación de Carbono en los extractos: 1. Se tomará 4 ml de extracto, se colocará en un tubo de digestión al cual se le añaden 1 ml de Dicromato de potasio 0,0667 M y 5 ml de Ácido sulfúrico con C. Se colocará a calentar en un digestor, previamente calentado, por 30 minutos a 150 ºC. 2. Se utilizarán como blancos dos tipos: uno que se calienta con las muestras y otro sin calentar. Los blancos tendrán todos los reaccionantes sin el extracto. 3. Una vez digerido el extracto, se trasvasa a una fiola de 250 ml de forma cuantitativa con 100 ml de agua destilada. Se le añadirá tres gotas de indicador. 4. Se procederá a titular con sulfato de amonio ferroso 6 hidratado 0,0333 M con un titulador automático. Mientras se titula el cambio de color es desde amarillo-verde-violeta-anaranjado. También puede estimarse fotocolorimétricamente con un espectrofotómetro. La solución de sulfato de amonio ferroso acidificado necesita estandarizarse diariamente debido a que sufre oxidación y la molaridad puede cambiar. Para ello se pipetea 1 ml de dicromato de potasio 0,0667M en una fiola, se le añade 3 a 4 gotas de solución indicadora, y se titula con el sulfato de amonio (T). La molaridad para los cálculos del día será M=0.4/T. Preparación de soluciones: ● Sulfato de potasio 0,5 M: Se disuelven 87,13 g de sulfato de potasio en 1 L de agua. ● Dicromato de potasio 0,0667 M: Disolver 19,622 g de dicromato de potasio seco en 800 ml de agua y disolver hasta 1000 ml. ● Sulfato de Amonio Ferroso acidificado 0,0333 M: Disolver 12,940 g de sulfato de amonio ferroso hexahidratado en 900 ml de agua, añadir 50 ml de ácido sulfúrico concentrado, dejar que se enfríe y llevar hasta 1000 ml de agua. ● Solución indicadora: Disolver 1,485 g de o-fenantrolina monohidratada y 0,695 g de sulfato de amonio ferroso hexahidratado en 100 mL de agua. 8.Determinación de Nitrógeno microbiano en los extractos: 1. 15 ml de extracto se ponen a concentrar hasta aproximadamente unos 5 ml. Para ello los 15 ml fueron acidificados con 0,25 ml de ácido sulfúrico concentrado en beacker de 50 ml y calentados sobre una plancha de calentamiento. 2. Cuando se llegue al volumen final se le añadirá 3 ml de ácido sulfúrico concentrado y se trasvasa a un tubo de digestión cuidadosamente. Se le añadirá como catalizador 0,1 g de sulfato de cobre y 1 g de sulfato de sodio. Se ponen a digerir a 360 ºC hasta que se complete la digestión (de 2 a 2 ½ horas). 3. Una vez terminada la digestión se le añadirá 25 ml de agua destilada, 10 ml de hidróxido de sodio al 50% y se procederá a destilar. 4. Se recogerá el filtrado en un medio ácido; en fiolas con 5 ml de ácido bórico al 2% que tienen tres gotas de solución indicadora. 5. Se titulará con ácido clorhídrico 0,01N. Preparación de soluciones: ● Hidróxido de sodio al 50%: Disolverán 500 mg de hidróxido de sodio en un litro de agua. ● Solución indicadora: Rojo de metilo (0,1%) se disolverán 0,1 g y 0,5 g de verde de bromocresol (0,5 %) en 100 ml de metanol 95%. ● Ácido clorhídrico 0,01 N: Se usa una ampolla de ácido clorhídrico valorado 1 N. Se prepara un litro de esta solución 1 N y de allí se preparará la cantidad que se necesite a 0,01 N. Cálculos para C microbiano: Se calcula el % C orgánico como: %C = ((AxMx0,003)/g) x (E/S) x 100 Siendo: T: El título para estandarizar la solución de sulfato de amonio. M: La molaridad del sulfato de amonio ferroso estandarizado (0,0333M) A: (ml bc-ml m) x ((ml bf – ml bc)/ ml bf)) + mL bc – ml m Donde ml bc es ml del blanco caliente, ml BF es ml del blanco frío y ml m es ml de la muestra. g: peso de suelo seco. E: volumen de extracción 100 ml S: Volumen de la muestra digerida (4ml) C-BM = (C total del extracto fumigado - C total del extracto no fumigado) x 2,64 Cálculos para N microbiano: %N = (V x T)/15 – B x N x 1,4/S Siendo; V: El volumen inicial del extracto en este caso 100 ml T: El título de la muestra 15 corresponde a los 15 ml del extracto que se ponen a concentrar y luego a digerir. B: Es el blanco N: La normalidad del ácido 0,01 N S: Es el peso del suelo seco. N-BM= (N total del extracto fumigado- N total del extracto no fumigado) x 1,46Uso y manejo del suelo51 Páginasapplication/pdfspaUniversidad Francisco de Paula SantanderSan José de CúcutaDerechos Reservados - Universidad Francisco de Paula Santanderhttps://creativecommons.org/licenses/by-nc-sa/4.0/info:eu-repo/semantics/openAccessAtribución-NoComercial-CompartirIgual 4.0 Internacional (CC BY-NC-SA 4.0)http://purl.org/coar/access_right/c_abf2file:///C:/Users/ufps/Downloads/PROYECTO%20FINU%20SINSA%202022_signed%20(1)%20(1).pdfAnálisis de la relación entre la diversidad microbiana y las diferentes actividades antrópicas presentes en suelos del municipio de El Zulia, Norte de SantanderPropuesta de investigaciónhttp://purl.org/coar/resource_type/c_baafhttp://purl.org/coar/resource_type/c_93fcTextinfo:eu-repo/semantics/reporthttps://purl.org/redcol/resource_type/PIDinfo:eu-repo/semantics/publishedVersionhttp://purl.org/coar/version/c_970fb48d4fbd8a85Colombia2022-09-28/ 2024-03-28Biomasa microbianapropiedades biológicasSuelos agrícolasDe Andrade, M. 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Alcaldía de El Zulia, 7–138.064-2022Análisis de la relación entre la diversidad microbiana y las diferentes actividades antrópicas presentes en suelos del municipio de El Zulia, Norte de Santander.5.420,200064-2022Universidad Francisco de Paula SantanderPublicatione4d5a46b-d772-41d5-b21a-69f65d156875virtual::994-1e4d5a46b-d772-41d5-b21a-69f65d156875virtual::994-1ORIGINALPROYECTO FINU SINSA 2022_signed (1) (1).pdfPROYECTO FINU SINSA 2022_signed (1) (1).pdfProyecto FINUapplication/pdf3200084https://repositorio.ufps.edu.co/bitstreams/e5f1dc56-9863-4ddf-863c-c31485bb430c/download3506993030d0c6ff222f5803e995df41MD51trueLICENSElicense.txtlicense.txttext/plain; charset=utf-814828https://repositorio.ufps.edu.co/bitstreams/8862b2bc-cb31-468f-8997-af2007f021b3/download2f9959eaf5b71fae44bbf9ec84150c7aMD52falseAnonymousREADTEXTPROYECTO FINU SINSA 2022_signed (1) (1).pdf.txtPROYECTO FINU SINSA 2022_signed (1) (1).pdf.txtExtracted 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